33
阅读
0
评论
分享
实验研究
内源性二氧化硫对大鼠肺动脉成纤维细胞胶原沉积的调节作用及机制
中华实用儿科临床杂志, 2017,32(13): 1008-1012. DOI: 10.3760/cma.j.issn.2095-428X.2017.13.013
摘要
目的

探讨内源性二氧化硫(SO2)对大鼠肺动脉成纤维细胞胶原沉积的调节作用及机制。

方法

以原代大鼠肺动脉成纤维细胞为模型,分为对照组、L-天冬氨酸-β-异羟肟酸(HDX)组和HDX+SO2组。使用高效液相色谱法(HPLC)检测肺动脉成纤维细胞上清中SO2水平,免疫荧光法检测肺动脉成纤维细胞中胶原Ⅰ和胶原Ⅲ的水平,Western blot检测肺动脉成纤维细胞中Smad2/3的磷酸化水平、基质金属蛋白酶-13(MMP-13)和金属蛋白酶组织抑制剂-1(TIMP-1)的蛋白表达。采用单因素方差进行多组间的差异比较,进一步采用Bonferroni检验进行2组之间的比较,P<0.05为差异有统计学意义。

结果

与对照组相比,HDX组肺动脉成纤维细胞中内源性SO2生成减少[(14.30±0.48) μmol/L比(20.14±0.49) μmol/L,P<0.01],Smad2/3磷酸化水平增加(1.03±0.31比0.48±0.20,P<0.01),MMP-13和TIMP-1的蛋白表达减少(MMP-13:0.28±0.06比0.75±0.11,P<0.01);TIMP-1:(0.40±0.05比0.66±0.20,P<0.01),MMP-13/TIMP-1比值减小(0.71±0.12比1.23±0.45,P<0.01),胶原Ⅰ及胶原Ⅲ水平显著增加。与HDX组相比,HDX+SO2组肺动脉成纤维细胞中Smad2/3磷酸化水平降低(0.57±0.16比1.03±0.31,P<0.01),MMP-13和TIMP-1的蛋白表达增加(MMP-13:0.63±0.06比0.28±0.06,P<0.01;TIMP-1:0.59±0.11比0.40±0.05,P=0.015),MMP-13/TIMP-1比值增大(1.10±0.22比0.71±0.12,P=0.033),胶原Ⅰ及胶原Ⅲ水平显著减少。

结论

SO2通过抑制Smad2/3信号通路,增加MMP-13及TIMP-1的蛋白表达,上调MMP-13/TIMP-1比值,进而促进胶原的降解,减少大鼠肺动脉成纤维细胞胶原沉积。

引用本文: 于文, 黄娅茜, 杜军保, 等.  内源性二氧化硫对大鼠肺动脉成纤维细胞胶原沉积的调节作用及机制 [J]. 中华实用儿科临床杂志,2017,32( 13 ): 1008-1012. DOI: 10.3760/cma.j.issn.2095-428X.2017.13.013
正文
作者信息
基金  关键词  主题词
English Abstract
评论
阅读 33 引用 0
相关资源
视频 0 论文 0 大综述 0
以下内容和版式版权归属中华医学会,未经授权不得转载 ×

胶原的异常沉积是血管结构重构的重要原因之一,血管外膜中的成纤维细胞参与血管结构重构的形成[1,2]。二氧化硫(SO2)是新型气体信号分子,可以在心血管组织中由含硫氨基酸代谢生成[3],具有持续产生、快速分散、生物半衰期短等特点,广泛参与血管稳态的调节[4,5,6]。前期研究发现,SO2可以缓解低氧性肺动脉高压大鼠肺小动脉中胶原的沉积[7]。胶原降解是影响胶原沉积的重要环节,基质金属蛋白酶-13(MMP-13)和金属蛋白酶组织抑制剂-1(TIMP-1)是调节胶原降解的关键分子。Smad2/3信号通路是调节胶原代谢的重要通路,广泛参与胶原代谢相关基因如MMPsTIMPs、胶原蛋白等的表达。因此,本研究以大鼠肺动脉成纤维细胞为实验模型,给予L-天冬氨酸-β-异羟肟酸(HDX)抑制内源性SO2生成或给予SO2供体干预,检测SO2对胶原Ⅰ和胶原Ⅲ、MMP-13/TIMP-1表达及Smad2/3信号通路的影响,探讨内源性SO2对大鼠肺动脉成纤维细胞胶原代谢的调节作用及其机制。

1 材料与方法
1.1 原代大鼠肺动脉成纤维细胞培养
1.1.1 采用贴块法培养原代大鼠肺动脉成纤维细胞

雄性Wistar大鼠体质量为150~180 g,购自北京维通利华实验动物技术有限公司[许可证编号:SCXK(京)2012-0001],使用120 g/L乌拉坦(10 mL/kg)腹腔注射麻醉,750 mL/L的乙醇消毒大鼠胸腹部皮肤。在超净工作台内快速开胸取出肺动脉,使用0.01 mol/L无菌磷酸盐溶液(PBS)将血凝块清洗干净,去掉内膜与中膜,将外膜剪成约为2 mm2大小的组织块,并用无菌眼科镊将其均匀平铺于培养皿中。加入含200 g/L胎牛血清(FBS),2 mmol/L谷氨酰胺、100 U/mL青霉素和100 mg/L链霉素的DMEM/F12培养液(美国Invitrogen公司)。将培养皿置于37 ℃、50 mL/L CO2饱和湿度的培养箱中培养。经过5~7 d,待细胞从组织块周围爬出融合后进行细胞传代,并更换为含100 g/L FBS的DMEM/F12培养基。以vimentin阳性及SM α-actin阴性为鉴定成纤维细胞标准,本实验采用第4~6代细胞。

1.1.2 细胞分组

将处于对数生长期的肺动脉成纤维细胞以每孔5×106的密度接种于六孔板中。细胞分为3组。对照组:予0.01 mol/L无菌PBS溶液5 mL/L干预72 h;HDX组:给予HDX 50 μmol/L干预72 h;HDX+SO2组:给予HDX 50 μmol/L及SO2供体(Na2SO3和NaHSO3的摩尔比为31,pH 7.4)干预72 h。

1.2 细胞上清中SO2水平检测

采用高效液相色谱法(HPLC,Agilent 1200系列,美国安捷伦科技公司)测定细胞上清中SO2水平[8]。收集细胞培养上清100 μL,加入溶于0.05 mol/L三羟甲基氨基甲烷盐酸盐(Tris-HCl)(pH 8.5)的0.212 mol/L的硼氢化钠70 μL混匀室温孵育30 min。加入5 μL 70 mmol/L单溴二胺(mBrB),42 ℃孵育10 min。然后加入40 μL 1.5 mol/L的高氯酸混匀后12 400 r/min(离心半径7.4 cm)室温离心10 min。取上清100 μL,加10 μL Tris-HCl(2.0 mol/L,pH 3.0),混匀后12 400 r/min(离心半径7.4 cm)室温离心10 min,后留取上清10 μL加入到HPLC色谱柱中荧光检测器激发波长为392 nm,检测波长为479 nm,通过测定样本峰面积,对照标准曲线对样本进行定量分析。

1.3 免疫荧光法检测原代大鼠肺动脉成纤维细胞胶原水平

将肺动脉成纤维细胞接种于含有盖玻片的六孔板中,待细胞生长至盖玻片60%~70%时,使用无血清的培养基同步化24 h后给予HDX或HDX+SO2供体干预。72 h后,取出盖玻片,0.01 mol/L PBS清洗,40 mL/L多聚甲醛室温孵育15 min将细胞固定。0.01 mol/L PBS清洗后加入50 g/L牛血清清蛋白(BSA)和3 g/L的Triton X-100(美国Sigma公司)37 ℃孵育30 min进行封闭和打孔。加入特异性一体:兔抗-胶原Ⅰ (美国Abcam公司)或兔抗-胶原Ⅲ(美国Sigma公司)4 ℃孵育过夜。然后用PBS洗涤后,加入FITC标记的羊抗兔IgG抗体(美国Santa Cruz Biotechnology公司)在室温下孵育2 h后,使用激光扫描共聚焦显微镜(日本Olympus公司)进行荧光图像的采集及分析。

1.4 Western blot检测原代大鼠肺动脉成纤维细胞中MMP-13和TIMP-1蛋白表达水平及Smad2/3磷酸化水平

将肺动脉成纤维细胞接种于六孔板中,待细胞生长至孔壁的60%~70%时使用无血清的培养基同步化24 h后给予HDX或HDX+SO2供体干预。72 h后加入1×组织裂解液进行细胞裂解并收集蛋白,4 ℃,12 400 r/min(离心半径7.4 cm)离心20 min后取上清。以牛血清清蛋白作为标准,根据Bradford法测定蛋白浓度。

所有样本加入含有50 mL/L β-巯基乙醇的2×上样缓冲液,混匀后煮沸5 min。取等量蛋白加入电泳孔道,进行聚丙烯酰胺凝胶电泳,并转至硝酸纤维素膜上。使用50 g/L牛奶封闭1 h后,加入特异性一抗:MMP-13(美国Millipore公司),12 000稀释;TIMP-1(美国Millipore公司),1500稀释;磷酸化Smad2 (美国Cell Signal Technology公司),11 000稀释;磷酸化Smad3 (美国Cell Signal Technology公司),11 000稀释;Smad2/3 (美国Cell Signal Technology公司),11 000稀释;GAPDH(上海康成生物工程有限公司),12 000稀释,4 ℃,孵育过夜。加入二抗:羊抗鼠单克隆抗体(美国Santa Cruz公司),12 000稀释;羊抗兔单克隆抗体(美国Santa Cruz公司),11 000稀释,室温孵育1 h,含2 g/L吐温的PBS溶液清洗。采用化学发光检测试剂盒(美国Thermo Scientific公司)增强免疫反应进行曝光,显影,AlphaImager凝胶成像系统用于分析蛋白条带的光密度值。

1.5 统计学处理

采用SPSS 17.0软件进行统计分析。所有结果以±s表示。采用单因素方差进行多组间比较,进一步采用Bonferroni检验进行2组间比较,P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果
2.1 HDX抑制肺动脉成纤维细胞中SO2生成

本研究采用了HPLC方法检测肺动脉成纤维细胞上清中SO2水平,发现3组细胞培养上清中SO2水平差异有统计学意义(F=283.49,P<0.01):给予内源性SO2生成酶抑制剂HDX孵育后细胞培养上清中SO2水平显著减少[(14.30±0.48) μmol/L比(20.14±0.49) mmol/L,P<0.01],补充SO2供体后可以使细胞培养上清中SO2水平增加[(20.33±0.80) μmol/L比(14.30±0.48) μmol/L,P<0.01]。

2.2 SO2抑制肺动脉成纤维细胞胶原Ⅰ和胶原Ⅲ的沉积

免疫荧光结果提示,抑制内源性SO2生成可以明显促进肺动脉成纤维细胞中胶原Ⅰ和胶原Ⅲ的沉积。然而,在补充SO2后,胶原Ⅰ和胶原Ⅲ在肺动脉成纤维细胞中的沉积效应明显减弱,见图1

图1
肺动脉成纤维细胞中胶原Ⅰ及胶原Ⅲ含量
Figure 1

Content of collagen Ⅰ and Ⅲ in pulmonary artery fibroblasts

注:HDX:L-天冬氨酸-β-异羟肟酸;SO2:二氧化硫

HDX:L-aspartate-β-hydroxamate;SO2:sulfur dioxide

图1
肺动脉成纤维细胞中胶原Ⅰ及胶原Ⅲ含量
Figure 1

Content of collagen Ⅰ and Ⅲ in pulmonary artery fibroblasts

2.3 SO2促进MMP-13及TIMP-1的蛋白表达,MMP-13/TIMP-1比值增大

Western blot结果显示,3组细胞MMP-13蛋白、TIMP-1蛋白及MMP-13/TIMP-1比值比较,差异均有统计学意义。与对照组相比,HDX组细胞中MMP-13及TIMP-1的蛋白表达明显降低(均P<0.01),MMP-13/TIMP-1比值减小(P=0.004);在HDX干预的基础上补充SO2,肺动脉成纤维细胞中MMP-13和TIMP-1蛋白表达显著增高(MMP-13:P<0.01;TIMP-1:P=0.015),同时MMP-13/TIMP-1比值上调(P=0.033)。结果见表1图2

表1

肺动脉成纤维细胞中MMP-13和TIMP-1的蛋白表达及MMP-13/TIMP-1比值变化(±s)

Table 1

Changes in MMP-13 and TIMP-1 protein expression and the ratio of MMP-13/TIMP-1 in pulmonary artery fibroblasts(±s)

表1

肺动脉成纤维细胞中MMP-13和TIMP-1的蛋白表达及MMP-13/TIMP-1比值变化(±s)

Table 1

Changes in MMP-13 and TIMP-1 protein expression and the ratio of MMP-13/TIMP-1 in pulmonary artery fibroblasts(±s)

组别只数MMP-13蛋白表达(MMP-13/GAPDH)TIMP-1蛋白表达(TIMP-1/GAPDH)MMP-13/TIMP-1
对照组90.75±0.110.66±0.201.23±0.45
HDX组90.28±0.06a0.40±0.05a0.71±0.12a
HDX+SO290.63±0.06b0.59±0.11c1.10±0.22c
F 87.779.367.32
P <0.01<0.01<0.01

注:MMP-13:基质金属蛋白酶-13;TIMP-1:金属蛋白酶组织抑制剂-1;SO2:二氧化硫;HDX:L-天冬氨酸-β-异羟肟酸;与对照组相比,aP<0.01;与HDX组相比,bP<0.01,cP<0.05

MMP-13:matrix metalloproteinase-13;TIMP-1:tissue inhibitors of metalloproteinase -1;SO2:sulfur dioxide;HDX:L-aspartate-β-hydroxamate;compared with control group,aP<0.01;compared with HDX group,bP<0.01,cP<0.05

图2
肺动脉成纤维细胞中MMP-13和TIMP-1的蛋白表达
Figure 2

Changes in MMP-13 and TIMP-1 protein expression in pulmonary artery fibroblasts

注:MMP-13:基质金属蛋白酶-13;TIMP-1:金属蛋白酶组织抑制剂-1;HDX:L-天冬氨酸-β-异羟肟酸;SO2:二氧化硫

MMP-13:matrix metalloproteinase-13;TIMP-1:tissue inhibitors of metalloproteinase -1;HDX:L-aspartate-β-hydroxamate;SO2:sulfur dioxide

图2
肺动脉成纤维细胞中MMP-13和TIMP-1的蛋白表达
Figure 2

Changes in MMP-13 and TIMP-1 protein expression in pulmonary artery fibroblasts

2.4 SO2抑制HDX诱导的Smad2/3磷酸化

Smad2/3磷酸化水平在3组细胞间的差异有统计学意义(F=14.496,P<0.01):与对照组相比,给予HDX抑制内源性SO2生成后,Smad2/3磷酸化水平显著升高(1.03±0.31比0.48±0.20,P<0.01)。在HDX干预的基础上补充SO2供体,Smad2/3磷酸化水平明显降低(0.57±0.16比1.03±0.31,P<0.01)。结果见图3

图3
肺动脉成纤维细胞中Smad2/3磷酸化水平
Figure 3

Phosphorylation of Smad2/3 in pulmonary artery fibroblasts

注:HDX:L-天冬氨酸-β-异羟肟酸;SO2:二氧化硫

HDX:L-aspartate-β-hydroxamate;SO2:sulfur dioxide

图3
肺动脉成纤维细胞中Smad2/3磷酸化水平
Figure 3

Phosphorylation of Smad2/3 in pulmonary artery fibroblasts

3 讨论

血管胶原的异常沉积是肺血管重构的重要病理特点。血管外膜的改变是长期低氧导致肺动脉高压的主要特征[9]。成纤维细胞是血管外壁的主要成分,可以对损伤刺激做出快速反应:调控细胞外基质(ECM),转化为肌成纤维细胞迁移到中膜及促进炎性细胞分化等[10],在血管结构重构的形成中发挥重要作用[1,2]。然而,血管胶原沉积的机制尚未阐明,还需进一步研究。

SO2是一种新型气体信号分子,可在心血管系统中由含硫氨基酸代谢生成,并广泛参与心血管系统疾病的形成。以往研究发现,内源性SO2可通过抑制血管平滑肌细胞增殖、抑制血管平滑肌细胞胶原沉积,拮抗氧化应激等舒张血管,抑制炎性反应,改善血管重构[7,11,12,13]。此外,在野百合碱诱导的肺动脉高压及高肺血流性肺动脉压的动物模型中发现,内源性SO2可缓解大鼠肺动脉高压的形成[14,15]。并且在低氧诱导的肺动脉高压大鼠模型中发现,内源性SO2可抑制肺动脉高压大鼠肺小动脉胶原沉积[7]。那么,内源性SO2是否参与调控肺血管成纤维细胞胶原的沉积?本研究结果显示,通过HDX抑制内源性SO2生成,可促进肺动脉成纤维细胞中胶原Ⅰ及胶原Ⅲ的沉积,然而补充SO2可缓解肺动脉成纤维细胞中由HDX引起的胶原Ⅰ及胶原Ⅲ的沉积。提示内源性SO2可抑制肺动脉成纤维细胞中胶原沉积。这一研究结果为进一步研究SO2调节肺动脉成纤维细胞中胶原代谢的作用机制奠定了基础。

MMPs能够特异性降解ECM,是降解ECM的重要蛋白酶。而MMPs的活性是由其抑制分子TIMPs[16]调控。TIMP-1是由结缔组织细胞合成并可以抑制大多数类型的胶原酶、基质溶解素和明胶酶。MMPs与TIMPs结合形成高亲和力的非共价11复合物,MMPs/TIMPs比值降低反映胶原等ECM降解水平减慢,是ECM异常沉积的重要发生机制[17]。在高肺血流性肺动脉压大鼠模型中发现,肺动脉MMP-13和TIMP-1是调控肺血管胶原降解的重要分子,MMP-13/TIMP-1比值与胶原降解密切相关[16],因此,在本研究中以MMP-13及TIMP-1为靶点,研究内源性SO2抑制肺动脉成纤维细胞胶原异常沉积的作用环节。研究结果表明,内源性SO2的减少可抑制肺动脉成纤维细胞中MMP-13以及TIMP-1的蛋白表达,下调MMP-13/TIMP-1比值;而补充SO2供体可促进肺动脉成纤维细胞中MMP-13和TIMP-1的蛋白表达,上调MMP-13/TIMP-1比值。以上研究结果提示,内源性SO2通过增加MMP-13及TIMP-1的蛋白表达,上调MMP-13/TIMP-1比值,促进肺动脉成纤维细胞中的胶原降解,抑制胶原沉积。

Smad2/3信号通路是调节胶原代谢的重要信号通路,Smad2和Smad3被磷酸化激活后,转移入核与靶基因结合,增强或抑制胶原代谢相关基因的表达[18]。既往有研究报道,MMP-13及TIMP-1是Smad2/3的靶基因之一,Smad2/3通路激活可抑制MMP-13蛋白表达[19,20]。因此,在本研究中以Smad2/3通路为靶点,探索内源性SO2促进肺动脉成纤维细胞胶原降解的分子机制。研究结果表明,HDX抑制内源性SO2生成后,肺动脉成纤维细胞中Smad2和Smad3的磷酸化水平显著升高,抑制MMP13和TIMP-1蛋白表达,降低MMP13/TIMP-1比值;在此基础上,给予SO2供体增加细胞上清中SO2水平,进行挽救实验的结果表明,SO2可抑制肺动脉成纤维细胞Smad2和Smad3磷酸化水平,上调MMP-13及TIMP-1蛋白表达,增强MMP-13/TIMP-1比值。研究结果提示,内源性SO2可能抑制Smad2/3通路激活,促进MMP-13表达,升高MMP-13/TIMP-1比值,进而促进胶原降解。

综上所述,本研究首次在大鼠肺动脉成纤维细胞中发现,内源性SO2通过抑制Smad2/3磷酸化,上调MMP-13/TIMP-1比值,促进胶原降解环节,进而抑制胶原沉积。该研究揭示了内源性SO2调节肺动脉成纤维细胞中胶原沉积的作用机制,为进一步揭示内源性SO2调节肺血管重构的作用机制奠定了科学基础,为今后肺动脉高压的治疗提供新的思路,具有重要科学意义。

参考文献
[1]
BarmanSA, ChenF, SuY, et al.NADPH oxidase 4 is expressed in pulmonary artery adventitia and contributes to hypertensive vascular remodeling[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2014, 34(8): 1704-1715.DOI: 10.1161/ATVBAHA.114.303848.
[2]
LuoY, DongHY, ZhangB, et al.miR-29a-3p attenuates hypoxic pulmonary hypertension by inhibiting pulmonary adventitial fibroblast activation[J]. Hypertension, 2015, 65(2): 414-420.DOI: 10.1161/HYPERTENSIONAHA.114.04600.
[3]
WangXB, DuJB, CuiH. Sulfur dioxide, a double-faced molecule in mammals[J]. Life Sci, 2014, 98(2): 63-67.DOI: 10.1016/j.lfs.2013.12.027.
[4]
HuangY, TangC, DuJ, et al.Endogenous sulfur dioxide: a new member of gasotransmitter family in the cardiovascular system[J]. Oxid Med Cell Longev, 2016, 2016: 8961951.DOI: 10.1155/2016/8961951.
[5]
YaoQ, HuangY, LiuAD, et al.The vasodilatory effect of Sulfur dioxide via SGC/cGMP/PKG pathway in association with sulfhydryl-dependent dimerization[J]. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, 2016, 310(11): R1073-1080.DOI: 10.1152/ajpregu.00101.2015.
[6]
ZhangH, HuangY, BuD, et al.Endogenous sulfur dioxide is a novel adipocyte-derived inflammatory inhibitor[J]. Sci Rep, 2016, 6: 27026.DOI: 10.1038/srep27026.
[7]
MainaliP田悦金红芳二氧化硫对低氧性肺动脉高压大鼠肺动脉胶原堆积的影响[J].中华实用儿科临床杂志200823(10):771-773.DOI:10.3969/j.issn.1003-515X.2008.10.019.
MainaliP, TianY, JinHF, et al.Effect of sulfur dioxide on pulmonary vascular structure of hypoxic pulmonary hypertensive rats[J]. Chin J Appl Clin Pediatr, 2008, 23(10): 771-773.DOI: 10.3969/j.issn.1003-515X.2008.10.019.
[8]
LiZ, HuangY, DuJ, et al.Endogenous Sulfur dioxide inhibits vascular calcification in association with the TGF-β/Smad signaling pathway[J]. Int J Mol Sci, 2016, 17(3): 266.DOI: 10.3390/ijms17030266.
[9]
BritoJ, SiquesP, ArribasSM, et al.Adventitial alterations are the main features in pulmonary artery remodeling due to long-term chronic intermittent hypobaric hypoxia in rats[J]. Biomed Res Int, 2015, 2015: 169841.DOI: 10.1155/2015/169841.
[10]
TuderRM.Pulmonary vascular remodeling in pulmonary hypertension[J]. Cell Tissue Res, 2017, 367(3): 643-649.DOI: 10.1007/s00441-016-2539-y.
[11]
WuHJ, HuangYQ, ChenQH, et al.Sulfur dioxide inhibits extracellular signal-regulated kinase signaling to attenuate vascular smooth muscle cell proliferation in angiotensin II-induced hypertensive mice[J]. Chin Med J (Engl), 2016, 129(18): 2226-2232.DOI: 10.4103/0366-6999.189927.
[12]
LiuD, HuangY, BuD, et al.Sulfur dioxide inhibits vascular smooth muscle cell proliferation via suppressing the Erk/MAP kinase pathway mediated by cAMP/PKA signaling[J]. Cell Death Dis, 2014, 5(5): e1251.DOI: 10.1038/cddis.2014.229.
[13]
HuangY, ShenZ, ChenQ, et al.Endogenous sulfur dioxide alleviates collagen remodeling via inhibiting TGF-β/Smad pathway in vascular smooth muscle cells[J]. Sci Rep, 2016, 6: 19503.DOI: 10.1038/srep19503.
[14]
YuW, LiuD, LiangC, et al.Sulfur dioxide protects against collagen accumulation in pulmonary artery in association with downregulation of the transforming growth factor β1/Smad pathway in pulmonary hypertensive rats[J]. J Am Heart Assoc, 2016, 5(10): e003910.DOI: 10.1161/JAHA.116.003910.
[15]
LiX, DuJ, JinH, et al.Sodium hydrosulfide alleviates pulmonary artery collagen remodeling in rats with high pulmonary blood flow[J]. Heart Vessels, 2008, 23(6): 409-419.DOI: 10.1007/s00380-008-1059-4.
[16]
WillenbrockF, MurphyG. Structure-function relationships in the tissue inhibitors of metalloproteinases[J]. Am J Respir Crit Care Med, 1994, 150(6Pt 2): S165-170.DOI: 10.1164/ajrccm/150.6_Pt_2.S165.
[17]
RobertS, GicquelT, BodinA, et al.Characterization of the MMP/TIMP imbalance and collagen production induced by IL-1β or TNF-α release from human hepatic stellate cells[J]. PLoS One, 2016, 11(4): e0153118.DOI: 10.1371/journal.pone.0153118.
[18]
DerynckR, ZhangYE.Smad-dependent and Smad-independent pathways in TGF-beta family signalling[J]. Nature, 2003, 425(6958): 577-584.DOI: 10.1038/nature02006.
[19]
LeivonenSK, Ala-AhoR, KoliK, et al.Activation of Smad signaling enhances collagenase-3 (MMP-13) expression and invasion of head and neck squamous carcinoma cells[J]. Oncogene, 2006, 25(18): 2588-2600.DOI: 10.1038/sj.onc.1209291.
[20]
MedinaC, Santos-MartinezMJ, SantanaA, et al.Transforming growth factor-beta type 1 receptor (ALK5) and Smad proteins mediate TIMP-1 and collagen synthesis in experimental intestinal fibrosis[J]. J Pathol, 2011, 224(4): 461-472.DOI: 10.1002/path.2870.
 
 
关键词
主题词
二氧化硫
胶原
成纤维细胞